
非酒精性脂肪性肝炎(NASH)是非酒精性脂肪性肝病(NAFLD)进一步进展为肝硬化和肝细胞癌的关键环节。随着肥胖和代谢综合征的流行,NASH和NAFLD已成为全球慢性肝病的最主要病因,严重危害人民生命健康[1]。单细胞RNA测序(single-cell RNA sequencing,scRNA-seq)是一种在单细胞水平上对转录组进行扩增和测序的新技术[2]。相比于传统的转录组测序,单细胞RNA测序对了解肝脏非实质细胞,如炎症细胞尤为有效[3]。Su等[4]通过scRNA-seq分析发现了健康和NAFLD小鼠肝脏中非实质细胞的基因表达谱改变。T淋巴细胞是细胞免疫反应的效应细胞。近年来,人们逐渐认识到T淋巴细胞在NAFLD发病过程中的重要作用。Koda等[5]发现,CD69+CD103-CD8+T淋巴细胞在高脂高胆固醇诱导的NASH小鼠肝脏中显著富集。有研究发现,NAFLD患者的外周血中炎症因子IL-10、IL-17、IL-23及TGF-β1的水平和辅助性T淋巴细胞(Th)17的水平呈正相关[6],且Th17细胞和IL-17的水平与NASH患者的病情严重程度呈正相关[7]。但在单细胞水平上研究T淋巴细胞在NASH中的特征改变仍是有必要的。因此,本研究采用scRNA-seq技术对健康小鼠和NASH小鼠的肝组织内T淋巴细胞进行分群,旨在揭示NASH小鼠肝组织中不同T淋巴细胞亚群的转录组学特征。
选取8周龄C57BL/6雄性小鼠6只,随机分为对照组和NASH组,每组各3只。对照组喂养普通饲料,NASH组喂养胆碱蛋氨酸缺乏(methionine-choline-deficient, MCD)饲料,造模6周后处死小鼠,取肝组织进行scRNA-seq以获得基因表达谱数据(上海鲸舟基因科技有限公司)[8]。
使用Seurat 3.0软件包读取scRNA-seq数据,并为每个数据创建一个Seurat对象。排除独特分子标志<200或>10 000的细胞及线粒体基因含量高于25%的细胞,并根据独特分子标志细胞总计数进行对数标准化后,对前2 000个高可变基因使用主成分分析的降维算法进行降维,随后基于主成分分析降维结果以0.6的分辨率进行聚类。
使用Seurat 3.0中的FindAllMarkers函数筛选出所有细胞类群中的标志基因,并使用R包Single R 1.4.1内置的小鼠RNA测序数据库作为参考数据集对细胞亚群进行细胞类型注释。通过白细胞分化抗原3α(the cluster of the differentiation 3α,Cd3α)、白细胞分化抗原8α(Cd8α)、白细胞分化抗原4(Cd4)和T淋巴细胞受体α(T cell receptor alpha,Tcrα)来鉴定T淋巴细胞。
使用Seurat3.0中的FindMarkers函数用于筛选scRNA-seq数据中的差异表达基因,设置log2(FC)>0.25为阈值,并对基因的显著性P值进行检验矫正。随后使用t分布随机邻域嵌入(t-distributed stochastic neighbor embedding,t-SNE)对数据进行可视化,再通过小提琴图来可视化每个聚类中表达的特异性基因。
采用Cluster Profiler R软件包对特异性基因集进行基因本体(gene ontology,GO)功能富集分析和京都基因与基因组百科全书(Kyoto encyclopedia of genes and genomes,KEGG)通路富集分析。GO数据库是从生物学过程、细胞组分、分子功能3个方面对基因和基因产物进行分类注释。
分别将对照组小鼠和NASH组小鼠肝脏切片进行烤片、脱蜡、水化、抗原修复和血清封闭后,加入以下一抗:Tcrα(Abcam公司,货号:ab288432)、Tcf7(Abcam公司,货号:ab315392)和Cxcr6(Boster公司,货号:BA3082),并置于4 ℃冰箱中孵育过夜。次日滴加Alexa 488(Yeasen公司,货号:34106ES60)、Alexa 594(Yeasen公司,货号:33112ES60)标记的荧光二抗和DAPI染液后封片。抗体稀释倍数均为1∶200。使用荧光显微镜拍照观察,并用Image J1.8.0软件进行荧光面积占比测定。
使用SPSS 19.0、Graphpad prism 10和Image J软件对荧光免疫结果进行统计分析和可视化处理。计量资料采用
从NASH组小鼠和对照组小鼠的肝脏中分离出单细胞,得到来自对照组的4 336个细胞和来自NASH组的3 893个细胞[8]。通过分析所有细胞中表达不同的基因,共鉴定出21个细胞簇。其中,第6、7簇被鉴定为T淋巴细胞(图1a)。比较两组T淋巴细胞亚群的占比情况发现,第6簇T淋巴细胞的比例从对照组的58.5%降低到NASH组的48.7%,而第7簇T淋巴细胞则从对照组的41.5%增高到NASH组的51.3%(图1b)。热图显示了第6、7簇T淋巴细胞前10位特异性基因(图1c)。
为进一步研究第6簇T淋巴细胞的转录组学特征,通过t-SNE分析显示,第6簇T淋巴细胞的前10位特异性基因,包括神经元特异性基因2(neuron-specific gene 2,Nsg2)、白细胞分化抗原8b1(the cluster of the differentiation 8 subunit beta 1,Cd8b1)、Cd8a、转录因子7(transcription factor 7,Tcf7)(图2a)和其他6个特异性基因(表1)。通过小提琴图显示第6簇前4位特异性基因(图2b)。表1显示,65%的第6簇T淋巴细胞表达Tcf7(pct_FC排名第4,但pct_FC前三的基因在第6簇T淋巴细胞中的表达率均低于50%)。因此Tcf7作为第6簇T淋巴细胞的特征标志基因,定义为Tcf7+T淋巴细胞亚群。KEGG途径富集分析显示,第6簇T淋巴细胞参与T淋巴细胞受体、Th17细胞分化和Th1、Th2细胞分化等多个炎症相关信号通路的调控(图2c)。GO富集分析结果显示,第6簇T淋巴细胞特异表达基因主要参与活化T淋巴细胞、白细胞细胞间黏附、磷酸化的负调控的生物学过程,核糖体、肌动蛋白细胞骨架、细胞质的细胞组分,以及结合mRNA、结合泛素样蛋白连接酶、结合鸟苷酸的分子功能(图2d)。
基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
---|---|---|---|---|---|---|
Nsg2 | 5×10-324 | 0.77 | 0.25 | 0.001 | 5×10-324 | 253.99 |
Cd8b1 | 5×10-324 | 1.89 | 0.49 | 0.012 | 5×10-324 | 40.42 |
Cd8a | 5×10-324 | 1.67 | 0.44 | 0.014 | 5×10-324 | 31.36 |
Tcf7 | 5×10-324 | 1.95 | 0.65 | 0.027 | 5×10-324 | 24.22 |
Sidt1 | 1.63×10-303 | 0.92 | 0.31 | 0.013 | 3.89×10-299 | 24.15 |
Cd5 | 4.64×10-292 | 1.06 | 0.32 | 0.016 | 1.11×10-287 | 19.99 |
Lef1 | 5×10-324 | 1.24 | 0.42 | 0.025 | 5×10-324 | 16.64 |
Themis | 3.21×10-241 | 0.84 | 0.30 | 0.018 | 7.66×10-237 | 16.44 |
Cd247 | 1.03×10-282 | 0.91 | 0.35 | 0.022 | 2.44×10-278 | 15.99 |
Bcl11b | 5×10-324 | 1.57 | 0.60 | 0.039 | 5×10-324 | 15.44 |
注:avg_logFC,平均对数倍数变化; pct.1,在第6簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比; pct-FC,百分比倍数变化。 |
t-SNE分析发现,第7簇T淋巴细胞特异性表达白细胞分化抗原40配体基因(Cd40lg)、γ链T细胞受体抗原1(T-cell receptors gamma-chain 1, Tcrg-C1)、白细胞介素2受体α(interleukin-2 receptor α,Il2rα)、CXC趋化因子受体6(C-X-C motif chemokine receptor 6,Cxcr6)(图3a)和其他6个基因(表2)。通过小提琴图显示出第7簇前4位特异性基因(图3b)。表2显示,在第7簇中,90%的T淋巴细胞表达Cxcr6(pct_FC排名第4,且pct_FC排名前3位的基因在第7簇T淋巴细胞中表达率均低于50%)。因此Cxcr6是第7簇T淋巴细胞的特征标志基因,定义为Cxcr6+T淋巴细胞亚群。KEGG途径富集分析显示,第7簇显著富集的通路包括T淋巴细胞受体信号通路、Th17细胞分化和MAPK信号通路(图3c)。GO富集分析显示,第7簇的特异性基因主要参与T淋巴细胞活化、免疫效应过程的调控、细胞因子产生的生物学过程,细胞质、核糖体、神经元间突触的细胞组分,以及结合嘌呤核糖核苷、结合GTP、泛素样蛋白连接酶的分子功能(图3d)。
基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
---|---|---|---|---|---|---|
Cd40lg | 7.69×10-294 | 0.73 | 0.26 | 0.006 | 1.83×10-289 | 42.50 |
Tcrg-C1 | 5×10-324 | 1.56 | 0.46 | 0.013 | 5×10-324 | 35.00 |
Il2ra | 5×10-324 | 0.99 | 0.34 | 0.011 | 5×10-324 | 31.00 |
Cxcr6 | 5×10-324 | 2.32 | 0.90 | 0.04 | 5×10-324 | 22.50 |
Klrb1c | 5×10-324 | 1.53 | 0.58 | 0.03 | 5×10-324 | 19.47 |
Tcrg-C2 | 5×10-324 | 1.48 | 0.44 | 0.023 | 5×10-324 | 19.04 |
Prrt1 | 3.39×10-258 | 0.87 | 0.32 | 0.017 | 8.09×10-254 | 18.76 |
Tcrg-C4 | 7.30×10-290 | 1.16 | 0.37 | 0.02 | 1.74×10-285 | 18.50 |
Il12rb2 | 9.05×10-193 | 0.64 | 0.25 | 0.014 | 2.16×10-188 | 17.93 |
Cd160 | 5×10-324 | 1.12 | 0.45 | 0.025 | 5×10-324 | 17.80 |
注:pct.1,在第7簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比。 |
免疫荧光染色结果显示,与对照组相比,NASH组小鼠肝组织Tcf7蛋白和Tcrα蛋白共染阳性区域显著减少(1.80%±0.67% vs 0.33%±0.13%, P<0.05)(图4a、b);而Cxcr6蛋白和Tcrα蛋白共染阳性区域显著增加(0.50%±0.09% vs 2.66%±0.33%, P<0.001)(图4c、d)。以上免疫荧光结果均与单细胞测序的分析趋势一致。
NASH是NAFLD病情进展的关键阶段,以5%以上的肝细胞脂肪变、小叶内炎症、肝细胞气球样变为特征[9],是一种影响了全球约1/4人口的慢性肝脏疾病,可发展为肝硬化和肝癌[10-11],是当前研究热点之一。但NASH发病机制尚不完全清楚[12]。
T淋巴细胞作为适应型免疫的重要组成成分,占肝脏内淋巴细胞的50%以上。根据识别抗原提呈细胞上不同类型的主要组织相容性复合物,T淋巴细胞可以被划分为CD4+T淋巴细胞和CD8+T淋巴细胞[13]。Wolf等[14]发现,在MCD饮食喂养的小鼠肝脏中,CD8+T淋巴细胞数量增高且活性增强,并引发由该种饮食所诱导的肝损伤,但不会影响肝内脂质代谢。Her等[15]发现CD4+T淋巴细胞可能通过释放促炎因子IL-17A和干扰素γ促进NAFLD有关的炎症和脂肪变性向纤维化转变过程。
相比于传统细胞测序方法,单细胞测序不仅使获得的遗传信息更加精确,还能检测微量的基因表达水平[16]。近年来,单细胞测序技术的应用促进了人们对慢性肝脏疾病中T淋巴细胞亚群复杂异质性的了解。Li等[17]发现,与健康人群的肝脏相比,NAFLD患者肝脏内的CD4+T淋巴细胞数目增多,并发现了CD4+T淋巴细胞内4个差异表达基因(MIGI3、RCAN3、DOCK10和SAMD12)与NAFLD有关。Huang等[18]发现,在NAFLD斑马鱼肝脏内,CD8+T淋巴细胞可分为6个亚群(CD8-gzmk、CD8-rorc、CD8-ccl38.6、CD8-lta、CD8-mki67和CD8-mcm4),而CD4+T淋巴细胞可分为4个亚群(CD4-foxp3a、CD4-cd28、CD4-cebpb和CD4-mki67)。
本研究通过对健康小鼠和MCD诱导的NASH小鼠的肝脏进行单细胞测序,重点研究筛选出的2个T淋巴细胞亚群:(1)第6簇T淋巴细胞在NASH小鼠肝脏中的占比从对照组的58.5%降低到NASH组的48.7%。65%的该簇T淋巴细胞表达Tcf7,因而作为该簇的标志基因。功能富集分析发现,该T淋巴细胞亚群主要发挥活化T淋巴细胞、白细胞细胞间黏附、结合泛素样蛋白连接酶等作用,并参与调控Th17、Th1、Th2细胞分化等多个炎症相关信号通路。免疫荧光染色结果证实,NASH组小鼠肝组织中Tcf7+T淋巴细胞较对照组减少。Tcf7基因编码产生T淋巴细胞因子1(T cell factor-1,TCF1),并参与Wnt/β连环蛋白信号通路,在分化T淋巴细胞方面发挥重要作用。Yu等[19]发现,在Wnt/β连环蛋白信号通路的调节下,TCF1通过诱导Gata结合蛋白3的产生促进Th2的分化。Th2细胞主要分泌细胞因子IL-4/5/6/10等,主要发挥抗炎作用[20]。过度表达的TCF1可以促进肿瘤细胞的增殖、侵袭和转移,并抑制凋亡[21]。Gui等[22]发现,与原发性肝癌和正常肝组织相比,Tcf7+CD8+记忆T淋巴细胞特异性富集于转移性肝癌中。(2)此外,还发现第7簇T淋巴细胞的比例从对照组的41.5%增高到NASH组的51.3%。90%的该簇T淋巴细胞表达Cxcr6基因(作为标志基因)。GO富集分析提示,第7簇的特异性基因主要发挥T淋巴细胞活化和产生细胞因子的功能。KEGG通路富集分析发现,第7簇T淋巴细胞显著富集的通路包括T淋巴细胞受体信号通路、Th17细胞分化和MAPK信号通路。同时,免疫荧光结果显示,与对照组相比,NASH组小鼠肝组织中Cxcr6+T淋巴细胞增加。Cxcr6最初被发现表达于人类记忆T淋巴细胞[23],表达Cxcr6基因的CD8+T淋巴细胞可依赖IL-15促进肝细胞凋亡[24],激活Cxcr6通路可促进肝内自然杀伤T淋巴细胞聚集,进而加重肝内炎症反应并促进肝纤维化[25]。但Tcf7+T淋巴细胞和Cxcr6+T淋巴细胞在NASH中的具体机制尚未有研究报道,有待进一步地深入研究。
综上所述,通过NASH小鼠肝脏的单细胞测序,在NASH中筛选出2个肝组织T淋巴细胞亚群:Tcf7+T淋巴细胞的占比降低,推测其可能通过促进Th2细胞的分化发挥抗炎作用;而Cxcr6+T淋巴细胞的占比增高,推测其可能通过MAPK信号通路发挥促炎作用。
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基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
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Nsg2 | 5×10-324 | 0.77 | 0.25 | 0.001 | 5×10-324 | 253.99 |
Cd8b1 | 5×10-324 | 1.89 | 0.49 | 0.012 | 5×10-324 | 40.42 |
Cd8a | 5×10-324 | 1.67 | 0.44 | 0.014 | 5×10-324 | 31.36 |
Tcf7 | 5×10-324 | 1.95 | 0.65 | 0.027 | 5×10-324 | 24.22 |
Sidt1 | 1.63×10-303 | 0.92 | 0.31 | 0.013 | 3.89×10-299 | 24.15 |
Cd5 | 4.64×10-292 | 1.06 | 0.32 | 0.016 | 1.11×10-287 | 19.99 |
Lef1 | 5×10-324 | 1.24 | 0.42 | 0.025 | 5×10-324 | 16.64 |
Themis | 3.21×10-241 | 0.84 | 0.30 | 0.018 | 7.66×10-237 | 16.44 |
Cd247 | 1.03×10-282 | 0.91 | 0.35 | 0.022 | 2.44×10-278 | 15.99 |
Bcl11b | 5×10-324 | 1.57 | 0.60 | 0.039 | 5×10-324 | 15.44 |
注:avg_logFC,平均对数倍数变化; pct.1,在第6簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比; pct-FC,百分比倍数变化。 |
基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
---|---|---|---|---|---|---|
Cd40lg | 7.69×10-294 | 0.73 | 0.26 | 0.006 | 1.83×10-289 | 42.50 |
Tcrg-C1 | 5×10-324 | 1.56 | 0.46 | 0.013 | 5×10-324 | 35.00 |
Il2ra | 5×10-324 | 0.99 | 0.34 | 0.011 | 5×10-324 | 31.00 |
Cxcr6 | 5×10-324 | 2.32 | 0.90 | 0.04 | 5×10-324 | 22.50 |
Klrb1c | 5×10-324 | 1.53 | 0.58 | 0.03 | 5×10-324 | 19.47 |
Tcrg-C2 | 5×10-324 | 1.48 | 0.44 | 0.023 | 5×10-324 | 19.04 |
Prrt1 | 3.39×10-258 | 0.87 | 0.32 | 0.017 | 8.09×10-254 | 18.76 |
Tcrg-C4 | 7.30×10-290 | 1.16 | 0.37 | 0.02 | 1.74×10-285 | 18.50 |
Il12rb2 | 9.05×10-193 | 0.64 | 0.25 | 0.014 | 2.16×10-188 | 17.93 |
Cd160 | 5×10-324 | 1.12 | 0.45 | 0.025 | 5×10-324 | 17.80 |
注:pct.1,在第7簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比。 |
基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
---|---|---|---|---|---|---|
Nsg2 | 5×10-324 | 0.77 | 0.25 | 0.001 | 5×10-324 | 253.99 |
Cd8b1 | 5×10-324 | 1.89 | 0.49 | 0.012 | 5×10-324 | 40.42 |
Cd8a | 5×10-324 | 1.67 | 0.44 | 0.014 | 5×10-324 | 31.36 |
Tcf7 | 5×10-324 | 1.95 | 0.65 | 0.027 | 5×10-324 | 24.22 |
Sidt1 | 1.63×10-303 | 0.92 | 0.31 | 0.013 | 3.89×10-299 | 24.15 |
Cd5 | 4.64×10-292 | 1.06 | 0.32 | 0.016 | 1.11×10-287 | 19.99 |
Lef1 | 5×10-324 | 1.24 | 0.42 | 0.025 | 5×10-324 | 16.64 |
Themis | 3.21×10-241 | 0.84 | 0.30 | 0.018 | 7.66×10-237 | 16.44 |
Cd247 | 1.03×10-282 | 0.91 | 0.35 | 0.022 | 2.44×10-278 | 15.99 |
Bcl11b | 5×10-324 | 1.57 | 0.60 | 0.039 | 5×10-324 | 15.44 |
注:avg_logFC,平均对数倍数变化; pct.1,在第6簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比; pct-FC,百分比倍数变化。 |
基因 | P值 | avg_logFC | pct.1 | pct.2 | 校正后的P值 | pct_FC |
---|---|---|---|---|---|---|
Cd40lg | 7.69×10-294 | 0.73 | 0.26 | 0.006 | 1.83×10-289 | 42.50 |
Tcrg-C1 | 5×10-324 | 1.56 | 0.46 | 0.013 | 5×10-324 | 35.00 |
Il2ra | 5×10-324 | 0.99 | 0.34 | 0.011 | 5×10-324 | 31.00 |
Cxcr6 | 5×10-324 | 2.32 | 0.90 | 0.04 | 5×10-324 | 22.50 |
Klrb1c | 5×10-324 | 1.53 | 0.58 | 0.03 | 5×10-324 | 19.47 |
Tcrg-C2 | 5×10-324 | 1.48 | 0.44 | 0.023 | 5×10-324 | 19.04 |
Prrt1 | 3.39×10-258 | 0.87 | 0.32 | 0.017 | 8.09×10-254 | 18.76 |
Tcrg-C4 | 7.30×10-290 | 1.16 | 0.37 | 0.02 | 1.74×10-285 | 18.50 |
Il12rb2 | 9.05×10-193 | 0.64 | 0.25 | 0.014 | 2.16×10-188 | 17.93 |
Cd160 | 5×10-324 | 1.12 | 0.45 | 0.025 | 5×10-324 | 17.80 |
注:pct.1,在第7簇的表达百分比;pct.2,在其他细胞簇的表达百分比。 |